Ваниль

Ваниль дает множество мелких семян, которые не прорастают в естественных условиях. Для успешного проращивания семян можно использовать технику культивирования тканей. Протоколы для выращивания семян и зародышей ванили стандартизированы (Gu et al., 1987; Knudson, 1950; Minoo et al., 1997; Withner, 1955).

Посев семян на различных базальных средах показал, что семена ванили не имеют строгих требований к питанию для начала прорастания, в отличие от некоторых наземных орхидей умеренного климата (Minoo et al., 1997). Прорастание семян начинается в течение четырех недель после культивирования, и начальные стадии прорастания типичны для большинства орхидей, такие как набухание зародыша с последующим разрывом семенной оболочки и последующее появление протокорма (рис. 5.3). Семена прорастали непосредственно в проростки в среде, дополненной одним бензиладенином (БА) (0,5 мг/л), без какой-либо промежуточной фазы каллуса, и, таким образом, их можно было использовать для получения самоопыленных потомков/проростков. Добавление триптона имело стимулирующий рост эффект на размер и развитие протокорма, независимо от базовой среды, в которую он был добавлен. При обработке БА большинство протокормов оставались такими же, с чешуевидными примордиальными листьями и развивающимися в побеги, тогда как обработка добавками ауксина показала постепенную дезорганизацию протокорма в каллус. Среда Мурасиге и Скуга (МС), для культур ванили in vitro, давала лучший отклик, чем среда Кнудсона. Минимальная всхожесть (26%) наблюдалась в среде МС при половинной концентрации, а максимальная (85%) была зарегистрирована в среде МС полной концентрации с добавлением 2 г/л триптона (Minoo, 2002).

РИСУНОК 5.3. Прорастание семян in vitro.

Считается, что потребность в цитокинине для прорастания связана с использованием липидов, которые составляют основной запасной материал в большинстве семян орхидей, и было замечено, что, если запасной липид не используется, прорастание не продолжается (De Pauw et al., 1995).

Известно, что ваниль, культура с перекрестным опылением, имеет множество мейотических и постмейотических хромосомных аномалий (Ravindran, 1979). В результате можно получить различные цитотипы в семенном потомстве. Таким образом, выращивание из семян может дать множество генетически разнообразных типов. Исследования прорастания семян ванили и полученного в результате потомства in vitro показали морфологические и биохимические вариации. На самоплодных потомках V. planifolia были изучены профили изоферментов супероксиддисмутазы (SOD) и пероксидазы (PRX). Профили четко указывают на различия между потомками, выраженные наличием или отсутствием конкретных полос. Максимальное сходство, которое продемонстрировали эти потомки, составило 47,37%, что указывает на высокую сегрегацию и уровень гетерозиготности, существующие у V. planifolia (Minoo et al., 1997). Эта гетерозиготность была дополнительно подтверждена анализом AFLP (Bory et al., 2008c). Поэтому, культуру in vitro можно использовать для проращивания семян и отбора полезных генотипов из сегрегированных потомков, которые можно было бы массово размножать для получения свободного от болезней посадочного материала.

Микроразмножение

Размножение ванили in vitro необходимо для получения однородных, свободных от болезней ростков и сохранения генетических ресурсов. Размножение in vitro с использованием апикальной меристемы стандартизовано для крупномасштабного размножения здоровых и генетически стабильных растений (Cervera and Madrigal, 1981; George and Ravishankar, 1997; Kononowicz and Janick, 1984; Minoo, 2002; Minoo et al., 1997; Philip and Nainar, 1986; Rao et al., 1993b). Стандартизовано in vitro размножение V. tahitensis (Mathew et al., 2000) и исчезающих видов ванили, таких как V. wightiana, V. andamanica, V. aphylla и V. pilifera (Minoo et al., 2006b), чтобы защитить эти виды от исчезновения.

Сообщалось о методах клонального размножения для эффективного размножения V. planifolia путем индукции множественных побегов из эксплантатов пазушных зачатков (рис. 5.4) с использованием полутвердой среды МС с добавлением БА (2 мг/л) и α-нафталинуксусной кислоты (НУК, 1 мг/л) (George and Ravishankar, 1997). Множественные побеги переносили в перемешиваемую жидкую среду МС с БА в концентрации 1 мг/л и НУК в концентрации 0,5 мг/л в течение 2–3 недель, а затем культивировали на полутвердой среде. Используя этот метод, в среднем от одного эксплантата пазушной почки было получено 42 побега в течение 134 дней. Было обнаружено, что использование промежуточной жидкой среды способствует увеличению количества побегов.

РИСУНОК 5.4. Микроразмножение V. planifolia.